Ключевые слова
Как цитировать
Аннотация
Гранулезно-клеточные опухоли (ГКО), несмотря на свою индолентную природу, обладают высокой рецидивностью и связанной с ней смертностью. Таким образом, задача современной лабораторной диагностики по своевременному выявлению ГКО до сих пор не решена, что негативно сказывается на дальнейшей тактике лечения и прогноза.
Цель: Обзор данных современной литературы диагностики гранулезных клеточных опухолей яичников.
Материал и методы: Статьи, взятые из Scopus, Web of Science, Pubmed. В обзор включены только статьи на английском языке за последние пять лет и только по ГКО.
Результаты: Золотой стандарт современной лабораторной диагностики ГКО это - иммуногистохимические исследования, а также жидкостная биопсия (циркулирующие опухолевые клетки и циркулирующие ДНК, исследуемые в основном посредством полимеразной цепной реакцией и секвенированием следующего поколения), молекулярно-генетический анализ FOXL2 C.402>G (C134 W) выступают в роли необходимого дополнения. Все эти методы в основном нацелены на определения риска рецидивирования ГКО взрослого типа (ГКОВТ).
Обсуждение. Несмотря на сохраняющуюся актуальность улучшения эффективности лечения ГКО, в диагностике ГКО расставлены приоритетные направления, среди которых важнейшая это – определения риска рецидивирования ГКОВТ, а именно на молекулярно-генетическом уровне это – определение FOXL2 C.402>G (C134 W). А альтернативные методы в виде жидкостной биопсии (циркулирующих опухолевых клеток и циркулирующих ДНК) и молекулярно-генетический анализа имеют важное теоретико-практическое значение для своевременной диагностики ГКО.
Выводы: В диагностике ГКО важнейшая задача это выявление пациентов с высоким риском рецидивирования ГКОВТ, которая до сих пор не решена. Золотой стандарт современной диагностики ГКО это – имунногистохимическое исследование, а другие методы такие как, жидкостная биопсия (циркулирующие опухолевые клетки (ЦОК) и циркулирующие ДНК (цДНК)), молекулярно-генетический анализ FOXL2 C.402>G (C134 W) выступают в роли необходимого дополнения. Необходимо продолжать проводить новаторские исследования в вопросах улучшения качества диагностики ГКО. Это должно положительно сказаться на дальнейшей тактике лечения и прогнозирования пациентов с вГКО.
Библиографические ссылки
Jobrack AD, Goel S, Cotlar AM. Granular cell tumor: report of 13 cases in a veterans administration hospital. Mil Med. 2018;183(9–10):e589–93. doi:10.1093/milmed/usx237.
Al Harbi R, McNeish IA, El-Bahrawy M. Ovarian sex cord-stromal tumors: an update on clinical features, molecular changes, and management. Int J Gynecol Cancer. 2021;31(2):161–8. doi:10.1136/ijgc-2020-002018.
Roze J, Monroe G, Kutzera J, et al. Whole genome analysis of ovarian granulosa cell tumors reveals tumor heterogeneity and a high-grade TP53-specific subgroup. Cancers (Basel). 2020;12(5):1308. doi:10.3390/cancers12051308.
Cohen JD, Li L, Wang Y, et al. Detection and localization of surgically resectable cancers with a multi-analyte blood test. Science 2018;359(6378):926–30. doi:10.1126/science.aar3247.
Lou E, Vogel RI, Teoh D, et al. Assessment of circulating tumor cells as a predictive biomarker of histology in women with suspected ovarian cancer. Laboratory Medicine. 2018;49(2):134–9. doi:10.1093/labmed/lmx084.
Färkkilä A, Haltia U-M, Tapper J, et al. Pathogenesis and treatment of adult-type granulosa cell tumor of the ovary. Ann Med. 2017;49(5):435–47. doi:10.1080/07853890.2017.1294760.
Pilsworth JA, Cochrane DR, Neilson SJ, et al. Adult‐type granulosa cell tumor of the ovary: a FOXL2-centric disease. J Pathol Clin Res. 2021;7(3):243–52. doi:10.1002/cjp2.198.
Mathieson W, Thomas GA. Why formalin-fixed, paraffin-embedded biospecimens must be used in genomic medicine: an evidence-based review and conclusion. J Histochem Cytochem. 2020;68(8):543–52. doi:10.1369/0022155420945050.
Bardelli A, Pantel K. liquid biopsies, what we do not know (yet). Cancer Cell. 2017;31(2):172–9. doi: 10.1016/j.ccell.2017.01.002.
Haltia U-M, Pihlajoki M, Andersson N, et al. Functional profiling of FSH and estradiol in ovarian granulosa cell tumors. Journal of the Endocrine Society. 2020;4(4). doi: 10.1210/jendso/bvaa034.
Arezzo F, Loizzi V, La Forgia D, et al. The role of ultrasound guided sampling procedures in the diagnosis of pelvic masses: a narrative review of the literature. Diagnostics (Basel). 2021;11(12):2204. doi:10.3390/diagnostics11122204.
Zhou AG, Levinson KL, Rosenthal DL, et al. Performance of ovarian cyst fluid fine-needle aspiration cytology. Cancer Cytopathol. 2018;126(2):112–21. doi:10.1002/cncy.21911.
Aswathi Krishnan M., Sheeja S., Lillykutty Pothen. Role of FNAC in the diagnosis of ovarian tumours. Oncology and Radiotherapy. 2021;15(5): 2933.
Nagamine K, Kondo J, Kaneshiro R, et al. Ovarian needle aspiration in the diagnosis and management of ovarian masses. Journal of Gynecol Oncol. 2017;28(4). doi:10.3802/jgo.2017.28.e40.
Mondelo-Macía P, García-González J, León-Mateos L, et al. Current status and future perspectives of liquid biopsy in small cell lung cancer. Biomedicines. 2021;9(1):48. doi:10.3390/biomedicines9010048.
Rakhit CP, Trigg RM, Le Quesne J, et al. Early detection of pre-malignant lesions in a KRASG12D-driven mouse lung cancer model by monitoring circulating free DNA. Dis Model Mech. 2019;12(2). doi:10.1242/dmm.036863.
Asante D-B, Calapre L, Ziman M, et al. Liquid biopsy in ovarian cancer using circulating tumor DNA and cells: Ready for prime time? Cancer Lett. 2020;468:59–71. doi:10.1016/j.canlet.2019.10.014.
Obermayr E, Maritschnegg E, Agreiter C, et al. Efficient leukocyte depletion by a novel microfluidic platform enables the molecular detection and characterization of circulating tumor cells. Oncotarget. 2017;9(1):812–23. doi:10.18632/oncotarget.22549.
Guo Y-X, Neoh KH, Chang X-H, et al. Diagnostic value of HE4+ circulating tumor cells in patients with suspicious ovarian cancer. Oncotarget. 2018;9(7):7522–33. doi:10.18632/oncotarget.23943.
Kim M, Suh DH, Choi JY, et al. Post-debulking circulating tumor cell as a poor prognostic marker in advanced stage ovarian cancer: A prospective observational study. Medicine (Baltimore). 2019;98(20):e15354. doi:10.1097/MD.0000000000015354.
Po JW, Roohullah A, Lynch D, et al. Improved ovarian cancer EMT-CTC isolation by immunomagnetic targeting of epithelial EpCAM and mesenchymal N-cadherin. J. Circ. Biomarkers. 2018;7:184945441878261. doi:10.1177/1849454418782617.
Chebouti I, Kasimir-Bauer S, Buderath P, et al. EMT-like circulating tumor cells in ovarian cancer patients are enriched by platinum-based chemotherapy. Oncotarget. 2017;8(30):48820–31. doi:10.18632/oncotarget.16179.
Zhang X, Li H, Yu X, et al. Analysis of circulating tumor cells in ovarian cancer and their clinical value as a biomarker. Cell Physiol Biochem. 2018;48(5):19831994. doi:10.1159/000492521.
Park YR, Kim YM, Lee SW, et al. Optimization to detect TP53 mutations in circulating cell-free tumor DNA from patients with serous epithelial ovarian cancer. Obstet Gynecol Sci. 2018;61(3):328336. doi:10.5468/ogs.2018.61.3.328.
Cargnin S, Canonico PL, Genazzani AA, et al. Quantitative analysis of circulating cell-free DNA for correlation with lung cancer survival: a systematic review and meta-analysis. J Thorac Oncol. 2017;12(1):4353. doi:10.1016/j.jtho.2016.08.002.
Lu Y, Li L. the prognostic value of circulating tumor DNA in ovarian cancer: a meta-analysis. Technology. Cancer Res Treat. 2021;20:153303382110437. doi:10.1177/15330338211043784.
Li H, Jing C, Wu J, et al. Circulating tumor DNA detection: A potential tool for colorectal cancer management (Review). Oncol. Lett. 2019. doi:10.3892/ol.2018.9794.
Elazezy M, Joosse SA. Techniques of using circulating tumor DNA as a liquid biopsy component in cancer management. Comput Struct Biotechnol J. 2018;16:370378. doi:10.1016/j.csbj.2018.10.002.
O’Leary B, Hrebien S, Beaney M, et al. Comparison of BEAMing and droplet digital PCR for circulating tumor DNA analysis. Clin Chem. 2019;65(11):1405–13. doi:10.1373/clinchem.2019.305805.
Esposito Abate R, Pasquale R, Fenizia F, et al. The role of circulating free DNA in the management of NSCLC. Expert Rev Anticancer Ther. 2019;19(1):1928. doi:10.1080/14737140.2019.1548938.
Lin KK, Harrell MI, Oza AM, et al. BRCA reversion mutations in circulating tumor DNA predict primary and acquired resistance to the parp inhibitor rucaparib in high-grade ovarian carcinoma. Cancer Discov. 2019;9(2):210–9. doi:10.1158/2159-8290.cd-18-0715.
Phallen J, Sausen M, Adleff V, et al. Direct detection of early-stage cancers using circulating tumor DNA. Sci. Transl. Med. 2017;9(403). doi:10.1126/scitranslmed.aan2415.
Sondka Z, Bamford S, Cole CG, et al. The COSMIC cancer gene census: describing genetic dysfunction across all human cancers. Nat Rev Cancer. 2018;18(11):696705. doi:10.1038/s41568-018-0060-1.
Kraus F, Dremaux J, Altakfi W, et al. FOXL2 homozygous genotype and chromosome instability are associated with recurrence in adult granulosa cell tumors of the ovary. Oncotarget. 2020;11(4):419–28. doi:10.18632/oncotarget.27447.
Da Cruz Paula A, da Silva EM, Segura SE, et al. Genomic profiling of primary and recurrent adult granulosa cell tumors of the ovary. Mod Pathol. 2020;33(8):16061617. doi:10.1038/s41379-020-0514-3.
Это произведение доступно по лицензии Creative Commons «Attribution-NonCommercial-NoDerivatives» («Атрибуция — Некоммерческое использование — Без производных произведений») 4.0 Всемирная.
© АННМО «Вопросы онкологии», Copyright (c) 2023