How to Cite
摘要
Актуальность. Анализ циркулирующей опухолевой ДНК предоставляет широкие возможности для контроля результатов лечения онкологических заболеваний. Соматические мутации в гене TP53 присутствуют практически во всех карциномах молочной железы, развившихся у носительниц наследственных мутаций в гене BRCA1, а также в подавляющем большинстве серозных опухолей яичника высокой степени злокачественности, что позволяет использовать их для мониторинга заболевания у пациенток с перечисленными патологиями.
Целью работы стал анализ содержания опухоль-специфических мутаций TP53 в плазме крови пациенток с серозным низкодифференцированным раком яичника (РЯ) и BRCA1-ассоциированным раком молочной железы (РМЖ).
Материалы и методы. Как минимум по одному образцу плазмы было получено от 10 больных РЯ и 7 пациенток с BRCA1-ассоциированным РМЖ. Первичный внутриопухолевый статус гена TP53 определялся в архивном опухолевом материале путем таргетного секвенирования нового поколения. Тестирование образцов плазмы на наличие опухоль-специфических мутаций TP53, и, в одном случае, мутации BRAF V600E, осуществлялось при помощи цифровой капельной ПЦР.
Результаты. При раке яичника во всех 8 образцах циркулирующей ДНК, полученных в момент прогрессирования заболевания, до начала или во время неоадъювантного лечения, были обнаружены мутации TP53. Напротив, 8 образцов плазмы, полученных в период ремиссии, после оперативного лечения или после неоадъювантной химиотерапии, не содержали опухоль-специфических мутаций. При раке молочной железы циркулирующая опухолевая ДНК была выявлена в 2 из 4 образцов, полученных перед лечением, и не детектировалась после окончания терапии или в фазу ремиссии.
Заключение. При раке яичника наблюдается хорошее соответствие между присутствием опухолевой ДНК в циркуляции и клинической картиной заболевания, поэтому тестирование циркулирующей ДНК с мутацией TP53 может использоваться в качестве биомаркера при этом заболевании. При раке молочной железы II-III стадий, в отличие от РЯ, опухолевая ДНК в плазме присутствует в меньших количествах, что затрудняет поиск мутаций TP53 в «жидкой биопсии».
参考
Barbosa A., Peixoto A., Pinto P. et al. Potential clinical applications of circulating cell-free DNA in ovarian cancer patients. Expert Rev. Mol. Med. 2018; 20:e6. doi: 10.1017/erm.2018.5.
Manié E., Vincent-Salomon A., Lehmann-Che J. et al. High frequency of TP53 mutation in BRCA1 and sporadic basal-like carcinomas but not in BRCA1 luminal breast tumors. Cancer Res. 2009;69(2): 663-671. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-08-1560.
Ahmed A.A., Etemadmoghadam D., Temple J. et al. Driver mutations in TP53 are ubiquitous in high grade serous carcinoma of the ovary. J. Pathol. 2010;221(1):49-56.
Rowlands V., Rutkowski A.J., Meuser E. et al. Optimisation of robust singleplex and multiplex droplet digital PCR assays for high confidence mutation detection in circulating tumour DNA. Sci. Rep. 2019;9(1):12620. doi: 10.1038/s41598-019-49043-x.
Pereira E., Camacho-Vanegas O., Anand S. et al. Personalized Circulating Tumor DNA Biomarkers Dynamically Predict Treatment Response and Survival In Gynecologic Cancers. PLoS One. 2015;10(12):e0145754. doi: 10.1371/journal.pone.0145754.
Parkinson C.A., Gale D., Piskorz A.M. et al. Exploratory Analysis of TP53 Mutations in Circulating Tumour DNA as Biomarkers of Treatment Response for Patients with Relapsed High-Grade Serous Ovarian Carcinoma: A Retrospective Study. PLoS Med. 2016;13(12):e1002198. doi: 10.1371/journal.pmed.1002198.
Kim Y.M., Lee S.W., Lee Y.J. et al. Prospective study of the efficacy and utility of TP53 mutations in circulating tumor DNA as a non-invasive biomarker of treatment response monitoring in patients with high-grade serous ovarian carcinoma. J. Gynecol. Oncol. 2019;30(3):e32. doi: 10.3802/jgo.2019.30.e32.
Vitale S.R., Groenendijk F.H., van Marion R. et al. TP53 Mutations in Serum Circulating Cell-Free Tumor DNA As Longitudinal Biomarker for High-Grade Serous Ovarian Cancer. Biomolecules. 2020;10(3):415. doi: 10.3390/biom10030415.
Noguchi T., Sakai K., Iwahashi N. et al. Changes in the gene mutation profiles of circulating tumor DNA detected using CAPP-Seq in neoadjuvant chemotherapy-treated advanced ovarian cancer. Oncol. Lett. 2020;19(4):2713-2720. doi: 10.3892/ol.2020.11356.
Alimirzaie S., Bagherzadeh M., Akbari M.R. Liquid biopsy in breast cancer: A comprehensive review. Clin. Genet. 2019;95(6): 643-660. doi: 10.1111/cge.13514.
Dawson S.J., Tsui D.W., Murtaza M. et al. Analysis of circulating tumor DNA to monitor metastatic breast cancer. N. Engl. J. Med. 2013;368(13):1199-1209. doi: 10.1056/NEJMoa1213261.
Madic J., Kiialainen A., Bidard F.C. et al. Circulating tumor DNA and circulating tumor cells in metastatic triple negative breast cancer patients. Int. J. Cancer. 2015;136(9):2158-2165. doi: 10.1002/ijc.29265.
Liang D.H., Ensor J.E., Liu Z.B. et al. Cell-free DNA as a molecular tool for monitoring disease progression and response to therapy in breast cancer patients. Breast Cancer Res. Treat. 2016;155(1): 139-149. doi: 10.1007/s10549-015-3635-5.
Nakauchi C., Kagara N., Shimazu K. et al. Detection of TP53/PIK3CA Mutations in Cell-Free Plasma DNA From Metastatic Breast Cancer Patients Using Next Generation Sequencing. Clin. Breast Cancer. 2016;16(5):418-423. doi: 10.1016/j.clbc.2016.05.004.
Rossi G., Mu Z., Rademaker A.W. et al. Cell-Free DNA and Circulating Tumor Cells: Comprehensive Liquid Biopsy Analysis in Advanced Breast Cancer. Clin. Cancer Res. 2018;24(3): 560-568. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-17-2092.
O'Leary B., Hrebien S., Morden J.P. et al. Early circulating tumor DNA dynamics and clonal selection with palbociclib and fulvestrant for breast cancer. Nat. Commun. 2018;9(1):896. doi: 10.1038/s41467-018-03215-x.
Armbruster D.A., Pry T. Limit of blank, limit of detection and limit of quantitation. Clin. Biochem. Rev. 2008;29 Suppl 1(Suppl 1): S49-52.
Riva F., Bidard F.C., Houy A. et al. Patient-Specific Circulating Tumor DNA Detection during Neoadjuvant Chemotherapy in Triple-Negative Breast Cancer. Clin. Chem. 2017;63(3): 691-699. doi: 10.1373/clinchem.2016.262337.
McDonald B.R., Contente-Cuomo T., Sammut S.J. et al. Personalized circulating tumor DNA analysis to detect residual disease after neoadjuvant therapy in breast cancer. Sci. Transl. Med. 2019;11(504): pii: eaax7392. doi: 10.1126/scitranslmed.aax7392.
Butler T.M., Boniface C.T., Johnson-Camacho K. et al. Circulating tumor DNA dynamics using patient-customized assays are associated with outcome in neoadjuvantly treated breast cancer. Cold Spring Harb. Mol. Case Stud. 2019;5(2):pii: a003772. doi: 10.1101/mcs.a003772.
Rothé F., Silva M.J., Venet D. et al. Circulating Tumor DNA in HER2-Amplified Breast Cancer: A Translational Research Substudy of the NeoALTTO Phase III Trial. Clin. Cancer Res. 2019;25(12): 3581-3588. doi: 10.1158/1078-0432.CCR-18-2521.
Garcia-Murillas I., Chopra N., Comino-Méndez I. et al. Assessment of Molecular Relapse Detection in Early-Stage Breast Cancer. JAMA Oncol. 2019. doi: 10.1001/jamaoncol.2019.1838.
Stover D.G., Parsons H.A., Ha G. et al. Association of Cell-Free DNA Tumor Fraction and Somatic Copy Number Alterations With Survival in Metastatic Triple-Negative Breast Cancer. J. Clin. Oncol. 2018;36(6): 543-553. doi: 10.1200/JCO.2017.76.0033.
Beddowes E., Sammut S.J., Gao M., Caldas C. Predicting treatment resistance and relapse through circulating DNA. Breast. 2017;34 Suppl 1:S31-S35. doi: 10.1016/j.breast.2017.06.024.
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
© АННМО «Вопросы онкологии», Copyright (c) 2021